Microscopie photonique

Imagerie cellulaire

Responsable scientifique : Valérie Mitchell

Responsable technique : Meryem Tardivel Safi

Coordonnées

meryem.tardivel@univ-lille2.fr
Tél. 03-20-62-34-93
Pôle recherche de la faculté de médecine Henri Warembourg - 4ème étage - 1, place de verdun - 59045 Lille Cedex
www.bicel.org

Présentation

La plate-forme d’imagerie cellulaire BICEL-IFR114, labélisée IBISA (Infrastructures en Biologie Santé et Agronomie),  propose une activité de formation, de soutien, de suivie et de conseil à une large communauté scientifique présente au sein du site mais aussi à des entités nationales et internationales qu’ils s’agissent d’organismes académiques ou d’entreprises privées.
Les principales missions de la plate-forme :

  • Accueillir les scientifiques, discuter de leurs projets et les orienter vers les équipements les plus adaptés à leur problématique.
  • Accompagner les utilisateurs dans la réalisation de leurs acquisitions et les aider à analyser puis interpréter leurs résultats.
  • Procurer une formation sur-mesure aux utilisateurs pour les accompagner vers l’autonomie.
  • Assurer une veille technologique, développer de nouvelles techniques et des mises au point spécifiques à chaque protocole.
  • Garantir l’exactitude des résultats obtenus et leur reproductibilité grâce à de nombreux tests de métrologie et à la maintenance constructeur.


Les études menées à partir des équipements de la plate-forme tels que des microscopes confocaux, des microscopes conventionnels ou des vidéo-microscopes ont pour but de localiser, par des techniques d’immunofluorescence, de protéines de fusion ou de colorations histologiques, des molécules d’intérêt au sein de tissus et cellules, fixés ou vivants. Ces systèmes permettent également de visualiser et de quantifier de nombreux processus dynamiques en biologie tels que la survie cellulaire, la migration cellulaire, les mesures des variations de potentiel membranaire ou de concentration de calcium intracellulaire. Des expériences de trafic intracellulaire et d’interaction protéine-protéine tels que le  FRET, le FRAP ou la photo-manipulation (photo-activation, photo-conversion) sont également réalisables grâce à des techniques de microscopie dynamique avancée. La plate-forme propose également des études en biologie moléculaire grâce à la technique de microdissection laser couplé à la PCR quantitative dans le but de quantifier les expressions relatives de gènes dans des tissus ou des cellules.

Localisation

Pôle recherche de la faculté de Médecine Henri Warembourg

4ème étage
(à droite en sortant de l’ascenseur)

1, place de verdun
59045 Lille

 


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Contact

Meryem Tardivel
Tél. 03.20.62.34.93
meryem.tardivel@univ-lille2.fr

Equipements disponibles

  • Microscope confocal inversé LSM 710

Principe :
La microscopie confocale utilise un faisceau laser, focalisé grâce à un objectif, qui va permettre d’exciter le fluorochrome en un point de l’échantillon. Un diaphragme «pinhôle» filtre le signal et ne laisse passer que l’information qui provient du plan focal, d’où la notion de coupe optique en Z. Le signal lumineux est ensuite récupéré par un détecteur (photomultiplicateur). Cette technique permet de s’affranchir du problème de bruit de fond rencontré en microscopie à épi-fluorescence classique engendré par l’épaisseur de l’objet.

Applications :

  • Localisation de molécules d’intérêt avec l’acquisition d’images en fluorescence et en DIC. Possibilité de reconstruction 3D et de co-localisation.
  • Etude des interactions protéine-protéine par des expériences de FRAP, FLIP, FRET et de photo-manipulation.
  • Acquisition en mode spectral pour séparer les fluorchromes présentant une grande superposition de leurs spectres d’émission ainsi que l’auto-fluorescence de l’échantillon.

Descriptif :
Microscope confocal inversé Zeiss LSM 710 équipé de :

  • Chambre d’incubation avec contrôleur de température et de CO2.
  • Lasers : Diode UV 405 nm, laser Argon 458, 488 et 514 nm,  Diode DPSS 561 nm et laser Helium Neon 633 nm.
  • Objectifs : 10x sec, 20x sec, 40x immersion huile, 63x immersion huile et 100x immersion huile.
  • 2 photomultiplicateurs et 1 barre de 32 photomultiplicateurs.
  • Platine motorisée.

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  • Microscope confocal inversé LSM 7 Live

Principe :
La microscopie confocale utilise un faisceau laser, focalisé grâce à un objectif, qui va permettre d’exciter le fluorochrome en un point de l’échantillon. Le pinhôle dans le LSM live est remplacé par une ou plusieurs fentes de taille variables, d’où une résolution moins importante qu’avec un microscope confocal classique. L’acquisition s’effectue avec une caméra CCD en ligne comportant 512 pixels. Le LSM 7 live présente une rapidité de balayage et une faible photo-toxicité d’où son intérêt pour la microscopie dynamique.

Applications :

  • Etude des interactions protéine-protéine par des expériences de FRAP, FLIP, FRET et de photo-manipulation.
  • Visualisation et quantification de processus dynamiques (exemple : variation de [Ca2+] intracellulaire).  

Descriptif :
Microscope confocal inversé Zeiss LSM 710 équipé de :

  • Chambre d’incubation avec un contrôleur de température et un contrôleur de CO2.
  • Laser diode 488 nm (200 mW).
  • Objectifs : 20x sec et 63x immersion huile.
  • Caméra CCD.

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  • Vidéo-microscope DMIRE2

Principe :
Le vidéo-microscope est une technique de microscopie plein champ qui permet de réaliser des acquisitions en fluorescence et en DIC dans les 3 dimensions ;  X, Y, Z et au cours du temps en utilisant une ou plusieurs couleurs. Ce système possède une caméra CCD très sensible pour la réalisation d’acquisitions rapides (10 images/seconde). Une source LED polychromatique est montée sur cet appareil d’où une puissance importante de plusieurs centaines de mW, une émission en bande étroite et un passage d’un canal à un autre en quelques microsecondes. Le système piézoélectrique permet le déplacement en Z alors que la platine motorisée assure le déplacement en X et Y et permet de faire des acquisitions sur plusieurs positions de l’échantillon.

Applications :

  • Localisation et co-localisation de molécules d’intérêt en fluorescence et en DIC sur des échantillons fixés et vivants.
  • Suivi de molécules d’intérêt au cours du temps et en multi-positions.

Descriptif :
Vidéo-microscope DMIRE2 Leica équipé de :

  • Chambre d’incubation avec contrôleur de température et de CO2.
  • Filtres : quadri bandes DAPI/FITC/TRITC/Cy5 et double bandes CFP/YFP.
  • Objectifs : 10x sec, 40x sec et 63x immersion glycerol monté sur un système piézoélectrique.  
  • Caméra CoolSnap HQ refroidie.
  • Système d’acquisition Metamorph.
  • Platine motorisée.
  • Source de lumière LED lumencor Spectra 6.

Longueurs d’onde disponibles sur le vidéo-microscope DMIRE2
 

Longeurs d'onde
(nm)
Largeur de bande
(nm)
Puissance
(mW)
Exemple de
fluorophores
387 11 80 DAPI, Hoechst
438 24 275 CFP
485 20 125 GFP/FITC
512 25 75 YFP
586 20 200 TRITC/mcherry
628 40 235 Cyanine 5

 

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  • Micro-dissecteur laser AS LMD

Principe :
La technique de microdissection laser à pour but d’isoler, sous contrôle morphologique, des cellules ou tissus pour des études de biologie moléculaire. Les lasers utilisés possèdent une forte densité et une localisation très précise d’où une destruction des ponts chimiques présents dans les tissus et donc une découpe des tissus.

Applications :

  • Isoler des structures d'intérêt fines dans des tissus ou des cellules pour analyse protéomique (western blot) ou quantification de l'expression géniques (Q-PCR, microarray).
  • Isoler ou détruire une population spécifique de cellules en culture.

Descriptif :
Micro-dissecteur laser AS LMD Leica équipé de :

  • Filtres : DAPI, FITC, TRITC.
  • Laser UV 337 nm.
  • Objectifs : 2.5x sec, 4x sec, 10x sec, 20x sec, 40x sec, 63x sec et 100x immersion eau.
  • Caméra CCD HV-C20A Hitachi.
  • Platine motorisée.
  • Source de lumière halogène et HBO.

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  • Microscopes conventionnels droit à champ large

Principe :
La microscopie à fluorescence à champ large utilise une source de lumière polychromatique. Le faisceau lumineux est séparé par un filtre d’excitation de manière à ne laisser passer que les longueurs d’onde capables d’exciter le fluorochrome d’intérêt. Le signal émis par le fluorochrome passe par un filtre d’émission pour être récupéré par une caméra.

Applications :

  • Localisation et co-localisation de molécules d’intérêt en fluorescence et en lumière transmise sur des échantillons fixés.
  • Acquisition d’images d’échantillons colorés

Deux équipements disponibles :

  • Microscope droit à champ large Axiophot 2

Descriptif :
Microscope droit à champ large Axiophot2 Zeiss équipé de :

  • Objectifs : 2.5x sec, 10x sec, 25x multi-immersion, 63x immersion huile et 100x immersion huile
  • Caméra couleur AxioCam HRc
  • Filtre DAPI, FITC, TRITC, CY5
  • Système d’acquisition Axiovision
  • Source de lumière halogène HBO

 

 

  • Microscope droit à champ large DMR

Descriptif :
Microscope droit à champ large DMR Leica équipé de :

  • Objectifs : 10x, 16x multi immersion, 25x immersion huile, 40x immersion huile, 63x immersion huile.
  • Caméra monochrome Hitachi MHz
  • Système d’acquisition Qwin
  • Source de lumière halogène et HBO

 

 

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Matériels annexes

  • Station d’analyse et de traitement d’images

Une station d’analyse et de traitement d’images est mise à disposition des utilisateurs avec les logiciels ZEN, Metamorph, Axiovision et ImageJ+ plugin (LOCI, Jacop…).

 

 

 

 

 

 

 

  • Micro-injecteur TE2000-U

Principe :
La micro-injection permet d’introduire dans des organismes vivants (exemple : cellules en culture, embryons) des molécules étrangères, telles que l'ADN, l'ARN, des protéines ou encore des molécules fluorescentes.
Applications :

  • Transfection
  • Analyse des phénomènes de transduction de signal
  • Etude de développement de territoires embryonnaires

Descriptif :
Micro-injecteur TE2000-U Nikon équipé de :

  • Micro-manipulateur
  • Micro-injecteur
  • Capillaire de verre
  • Microscope motorisé
  • Platine chauffante
  • Caméra CCD Sony

 

  • Salle laboratoire

Un espace laboratoire est mis à disposition des utilisateurs pour préparer leurs échantillons et les maintenir dans les meilleures conditions. Il est composé des équipements suivants :

  • Hôte à flux laminaire
  • Incubateur à 37°C et 5% de CO2
  • Congélateur à -20°C
  • Congélateur à -80°C
  • Centrifugeuse à microtube réfrigérée
  • Chambre froide à 4°C
  • 5 pipettes de 10µl, 20µl, 100µl, 200µl, 1000µl
  • Vortex
  • Thermobloc

 

 

Prestations proposées

  • Formation
  • Collaboration scientifique
  • Assistance

Publications

Büttner S, Delay C, Franssens V, Bammens T, Ruli D, Zaunschirm S, de Oliveira RM, Outeiro TF, Madeo F, Buée L, Galas MC, Winderickx J, “Synphilin-1 enhances α-synuclein aggregation in yeast and contributes to cellular stress and cell death in a Sir2-dependent manner”, (2010) PLoS One. 27, e13700
Sultan A, Nesslany F, Violet M, Bégard S, Loyens A, Talahari S, Mansuroglu Z, Marzin D, Sergeant N, Humez S, Colin M, Bonnefoy E, Buée L, Galas MC, “Nuclear tau, a key player in neuronal DNA protection”, (2011) J Biol Chem. 3, 4566-4575

Vandenhaute E, Dehouck L, Boucau MC, Sevin E, Uzbekov R, Tardivel M, Gosselet F, Fenart L, Cecchelli R, Dehouck MP, “Modelling the neurovascular unit and the blood-brain barrier with the unique function of pericytes”, (2011) Curr Neurovasc Res. 8, 258-269

Dezitter X, Masselot B, Tardivel M, Mereau-Richard C, Formstecher P, Idziorek T, “Macromolecular synthesis inhibitors perturb glucocorticoid receptor trafficking”, (2011) J Steroid Biochem Mol Biol .8, 104-112